Exigences de qualité des données

La présente section précise les exigences de qualité des données relatives à l’analyse des sols et des matières épandues sur des biens-fonds aux fins de l’application de la Loi de 2002 sur la gestion des éléments nutritifs.

Les laboratoires peuvent utiliser les méthodes qui sont mentionnées relativement à chacun des tests, ou d’autres méthodes validées qui respectent les exigences de qualité des données précisées pour chacun des tests.

4.1 Conseils pour le choix des laboratoires d’analyse

On peut se procurer une liste des laboratoires accrédités en vertu du programme d’accréditation des analyses agronomiques du ministère de l’Agriculture, de l’Alimentation et des Affaires rurales de l’Ontario en s’adressant à un bureau du MAAARO, en consultant les publications consacrées aux recommandations sur les cultures (notamment les publications 360F, 363F et 811F), ou encore en visitant le site Web du Ministère.

Les laboratoires peuvent être accrédités au Canada en fonction de la norme ISO/IEC 17025 par le Conseil canadien des normes (CCN) ou par l’Association canadienne des laboratoires d’analyse environnementale (ACLAE).

On peut se procurer une liste des laboratoires accrédités par le CCN en communiquant à l’adresse suivante : Conseil canadien des normes, 270, rue Albert, bureau 200, Ottawa ON K1P 6N7. Téléphone : 613 238-3222; télécopieur : 613 569-7808. Ces renseignements sont également disponibles sur le site Web du CCN.

On peut aussi se procurer une liste des laboratoires accrédités par ACLAE en communiquant à l’adresse suivante : Association canadienne des laboratoires d’analyse environnementale, 310-1565, avenue Carling, Ottawa ON K1Z 8R1. Téléphone : 613 233-5300; télécopieur : 613 233-5501

4.2 Analyse de sol

4.2.1 PH du sol

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse est exigée au moins une fois au cours des cinq années précédant l’épandage des éléments nutritifs. Le pH du sol est mesuré dans une pâte saturée.

Principe de la méthode

Le pH du sol est déterminé à l’aide d’un pH-mètre à électrode de verre ordinaire dans une pâte sol-eau saturée.

Préparation de l’échantillon

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm. Ajouter assez d’eau distillée au sol séché à l’air et broyé pour obtenir une pâte saturée. Il ne doit pas y avoir d’eau libre sur le dessus de l’échantillon de sol. Agiter l’échantillon manuellement à l’aide d’une tige de verre et le laisser reposer 15-20 minutes.

Emploi des instruments

Étalonner le pH-mètre à l’aide de solutions tampons ayant des pH de 7,0 et de 4,0. Insérer les électrodes du pH-mètre dans la pâte et lire le pH tout en déplaçant doucement les électrodes dans la pâte.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Étalonner le pH-mètre en suivant les consignes du fabricant, avant chaque série d’analyses.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 0,3 unité de pH de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

PH MAAARO

4.2.2 PH tampon du sol

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse est exigée pour déterminer les besoins en chaux des échantillons de sol ayant un pH inférieur à 6,0. Le pH tampon est mesuré dans un échantillon d’un mélange de sol préalablement séché et broyé, mélangé à une solution tampon Shoemaker-McLean-Pratt (SMP).

Principe de la méthode

On mesure la réduction du pH d’une solution tampon étalon afin de déterminer la quantité de chaux nécessaire pour amener le pH d’un sol acide à l’intérieur d’une plage acceptable pour les cultures agricoles.

Préparation de l’échantillon

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm. Combiner une partie de sol broyé et séché à l’air et deux parties de la solution tampon SMP dans un bécher jetable. Agiter pendant 10-15 minutes, laisser reposer pendant 15 minutes, puis déterminer le pH.

Emploi des instruments

Étalonner le pH-mètre à l’aide de solutions tampons ayant des pH de 7,0 et de 4,0. Lire le pH tout en déplaçant doucement les électrodes dans la suspension.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 0,3 unité de pH de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

PH tampon MAAARO

4.2.3 Éléments nutritifs assimilables – Phosphore

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse est exigée au moins une fois au cours des cinq années précédant l’épandage des éléments nutritifs. Le phosphore biodisponible est mesuré par la méthode au bicarbonate de soude 0,5 M.

Principe de la méthode

On réalise l’extraction en mettant en contact une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 2 mm) avec une solution alcaline diluée, puis on dose le P dans l’extrait.

Préparation de l’échantillon

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm. Mélanger en agitant pendant 30 minutes une partie de sol broyé et séché à l’air avec 20 parties de solution d’extraction au bicarbonate de soude 0,5 M, puis laisser déposer et filtrer. Doser le P dans l’extrait dans un auto-analyseur et calculer la quantité de P en mg par litre de sol.

Emploi des instruments

Régler l’auto-analyseur afin qu’il produise la réaction de couleur par la méthode molybdate-acide ascorbique. Lire l’absorbance à la longueur d’ondes de 820 nm.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 15 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

P MAAARO

4.2.4 Éléments nutritifs assimilables – K, Mg et Ca

Matrice

Sol

Analyse

L’analyse du potassium assimilable est exigée au moins une fois au cours des cinq années précédant l’épandage des éléments nutritifs. L’analyse du magnésium assimilable n’est pas exigée dans le cadre d’un PGEN, mais est très utile pour déterminer l’apport en magnésium nécessaire aux cultures. Certains laboratoires peuvent aussi déterminer la teneur du sol en calcium à partir du même extrait. Les cations biodisponibles sont mesurés suivant la méthode à l’acétate d’ammonium 1 M.

Principe de la méthode

L’extraction est réalisée par la mise en contact d’une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 2 mm) avec une solution d’acétate d’ammonium diluée, puis l’analyse est effectuée par une technique spectrométrique.

Préparation de l’échantillon

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm. Mélanger en agitant pendant 15 minutes 1 partie de sol broyé séché à l’air et 10 parties d’une solution d’acétate d’ammonium neutre 1 M. Laisser déposer, puis filtrer. Doser les éléments dans l’extrait à l’aide d’un spectrophotomètre d’absorption atomique.

Emploi des instruments

Le potassium (K) est dosé par spectrophotométrie d’absorption atomique (AAS) en mode d’émission à une longueur d’ondes de 766 nm.

Le magnésium (Mg) est dosé sur le même extrait par AAS à une longueur d’ondes de 285,2 nm. Si l’échantillon donne une lecture supérieure à 400 unités d’absorption, le diluer selon une proportion de 1:9 avec de l’acétate d’ammonium et multiplier les résultats par un facteur de 10.

Le calcium (Ca) est dosé sur le même extrait que le Mg et le K, mais tous les échantillons sont au départ dilués selon une proportion de 1:9 avec de l’acétate d’ammonium. Le Ca est dosé par AAS à une longueur d’ondes de 422,7 nm.

La spectroscopie avec plasma couplé par induction (ICP) peut aussi être utilisée pour doser les cations dans l’extrait.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire de l’analyse doit se situer à moins de ± 15 %, dans le cas du K, et à ± 20 %, dans le cas du Mg, de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

Cations MAAARO

4.2.5 Éléments nutritifs assimilables – Zn, indice de Zn

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse n’est pas exigée dans le cadre d’un PGEN, mais peut être utile dans la prévision d’une éventuelle carence en zinc dans les cultures. La concentration de zinc dans le sol est mesurée par la méthode DPTA. Les résultats de cette analyse sont combinés au pH du sol pour produire un indice de la biodisponibilité du zinc dans les sols agricoles.

Principe de la méthode

L’extraction est réalisée par la mise en contact d’une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 2 mm) avec une solution DPTA, puis le dosage du zinc dans l’extrait est effectué au moyen d’un spectrophotomètre d’absorption atomique. La teneur en zinc ainsi que le pH du sol sont utilisés dans une formule servant à fournir un indice de la biodisponibilité du zinc.

Préparation de l’échantillon

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm.

Mélanger, en les agitant pendant 1 heure, 1 partie de sol broyé séché à l’air et 2 parties d’une solution d’extraction DPTA. Laisser déposer, puis filtrer.

Emploi des instruments

Le zinc est dosé par AAS en mode émission à une longueur d’ondes de 213,9 nm. La méthode ICP peut aussi être utilisée pour mesurer la concentration d’ions dans l’extrait. Le zinc est déclaré à l’aide d’une formule reposant sur un indice :

203 + 4,5 ext. DPTA en mg/L – 50,7 pH du sol + 3,33 (pH du sol)².

Remarque : Une erreur, même légère, dans le calcul du pH se traduit par une modification importante de l’indice de zinc. Par exemple, si les valeurs de pH relatives au sol A sont de 4,8 pour la pâte et de 5,2 (25 mL d’eau), les valeurs obtenues, si la lecture pour le Zn est 2 mg/L, seront de 50,3 et de 43,44 respectivement, ce qui représente un écart plutôt important.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire de l’indice calculé doit se situer à moins de ± 15 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence 

Zn MAAARO 

4.2.6 Éléments nutritifs assimilables – Mn, indice de Mn

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse n’est pas exigée dans le cadre d’un PGEN, mais est utile dans la prévision d’une éventuelle carence en manganèse dans les cultures. Le dosage du manganèse se fait par la méthode à l’acide phosphorique 0,5 M. Les résultats de cette analyse sont combinés au pH du sol pour fournir un indice de la biodisponibilité du manganèse.

Principe de la méthode

L’extraction est réalisée par la mise en contact d’une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 2 mm) avec une solution d’acide phosphorique diluée, puis l’analyse est effectuée au moyen d’un spectrophotomètre d’absorption atomique.

Préparation de l’échantillon  

Sécher les échantillons à l’air et les broyer de manière à ce que les particules passent à travers un tamis de 2 mm.

Mélanger, en agitant pendant 10 minutes, 1 partie de sol broyé et séché à l’air et 8 parties d’une solution d’extraction à l’acide phosphorique 0,5 M. Laisser déposer, puis filtrer.

Emploi des instruments

Le dosage du manganèse se fait à l’aide d’un spectrophotomètre d’absorption atomique en mode absorption atomique à une longueur d’ondes de 279,5 nm. La méthode ICP peut aussi être utilisée pour mesurer la concentration d’ions dans l’extrait.

L’indice de manganèse est déclaré au moyen de la formule :  

498 - 137 pH du sol + 0,248 Mn extrait + 9,64 (pH du sol)².

Une légère variation de pH a un effet considérable sur l’indice.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire de l’indice calculé doit se situer à moins de ± 15 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

Mn MAAARO

4.2.7  Éléments nutritifs assimilables – N des nitrates

Matrice

Sol

Analyse

Cette analyse n’est pas exigée dans le cadre d’un PGEN, mais peut être utilisée pour préciser les taux d’épandage de l’engrais azoté sur le maïs ou l’orge. L’azote des nitrates est mesuré par extraction au chlorure de potassium 2 M.

Principe de la méthode

L’extraction est réalisée par la mise en contact d’une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 2 mm) avec une solution de chlorure de potassium diluée, puis le dosage des nitrates dans l’extrait est effectué au moyen d’un colorimètre.

Préparation de l’échantillon

Prélever du sol gelé ou séché à l’air (si le sol est gelé, le laisser dégeler environ 2 heures à la température de la pièce) et le passer à travers un tamis à mailles 2 ou 4. Garder les particules plus petites pour le dosage des nitrates. Il est difficile de tamiser les échantillons d’argile ou les échantillons extrêmement mouillés; il faut parfois couper l’échantillon en morceaux plus petits à l’aide d’un couteau ou d’une spatule.

Mélanger, en agitant pendant 30 minutes, 1 partie de sol frais ou séché à l’air et 5 parties d’une solution d’extraction de 2 N KCl. Laisser déposer, puis filtrer. Prélever un échantillon du restant du sol (5-15 g) pour en analyser la teneur en eau. Mettre à sécher toute la nuit à 105 °C et calculer la teneur en eau.

Emploi des instruments

Les nitrates sont dosés sur un auto-analyseur en utilisant la technique de réduction du cadmium pour réduire les nitrates en nitrites. Cette lecture est suivie d’une réaction avec un colorant et de la mesure de l’absorbance à 520 nm.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 15 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

NO₃ MAAARO

4.2.8 Métaux totaux – Cd, Cr, Co, Cu, Pb, Mo, Ni, and Zn

Matrice

Sol

Analyse

Une analyse de la teneur du sol en chacun des métaux énumérés ci-dessus est exigée pour les champs qui recevront des matières de source non agricole. Les fréquences d’échantillonnage et d’analyse sont indiquées à la section 1.3.1. Aucune matière de source non agricole ne saurait être épandue sur des sols renfermant des concentrations de métaux égales ou supérieures à celles qui sont indiquées dans les tableaux 1-1 et 1-2.

Principe de la méthode

On réalise l’extraction en mettant en contact une partie d’un échantillon préalablement asséché, broyé et passé au tamis (< 0,355 mm) avec une solution d’acide mixte puissante et chauffée, puis on complète avec de l’eau désionisée et on fait l’analyse au spectromètre.

Préparation de l’échantillon 

1. Sécher l’échantillon à l’air, le désagréger et le passer à travers un tamis de 2,0 mm.
2. Broyer une partie aliquote de l’échantillon ci-dessus jusqu’à ce que tout l’échantillon passe à travers un tamis de 0,355 mm.
3. Soumettre une partie de l’échantillon (< 0,355 mm) à une digestion avec un mélange acide nitrique/acide chlorhydrique (1 :3) en chauffant le tout à 125 °C pendant un minimum de 2 heures.

Emploi des instruments

Peuvent être utilisés avec des modificateurs de matrice appropriés : ICP/OES, DCP, ICP/MS, spectrophotométrie d’absorption atomique de flamme et spectrophotométrie d’absorption atomique avec four graphite.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

* Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (NIST 2709, 2710 et 2711, par exemple).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3073/E3470

Mercure

Matrice

Sol

Analyse

Une analyse de la teneur du sol en mercure est exigée pour les champs qui recevront des matières de source non agricole. Les fréquences d’échantillonnage et d’analyse sont indiquées à la section 1.3.1. Aucune matière de source non agricole ne saurait être épandue sur des sols renfermant des concentrations de mercure égales ou supérieures à celles qui sont indiquées dans les tableaux 1-1 et 1-2.

Principe de la méthode

Le mercure contenu dans l’échantillon est converti en une forme inorganique par un processus de digestion acide. Le mercure inorganique contenu dans la solution aqueuse est ensuite réduit à l’aide de chlorure stanneux, puis analysé par absorption atomique sans flamme (technique de la vapeur froide) (CV-AAS).

Préparation de l’échantillon

1. Sécher l’échantillon à l’air, le désagréger et le passer à travers un tamis de 2,0 mm.
2. Broyer une partie aliquote de l’échantillon ci-dessus jusqu’à ce que tout l’échantillon passe à travers un tamis de 0,355 mm.
3. Soumettre une partie de l’échantillon (< 0,355 mm) à une digestion avec un mélange concentré acide sulfurique/acide nitrique (4:1) en chauffant le tout à une température de 215-235 °C pendant un minimum de 12 heures. 

Emploi des instruments

CV-AAS

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode 

* Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (Sediment PACS-1 ou NIST 1646 Sediment du National Research Council, par exemple). 

Méthode de référence

DSL/MEO – E3059

4.2.10 Arsenic et sélénium

Matrice

Sol

Analyse

Une analyse de la teneur du sol en arsenic et en sélénium est exigée pour les champs qui recevront des matières de source non agricole. Les fréquences d’échantillonnage et d’analyse sont indiquées à la section 1.3.1. Aucune matière de source non agricole ne saurait être épandue sur des sols renfermant des concentrations d’arsenic et de sélénium égales ou supérieures à celles qui sont indiquées dans les tableaux 1-1 et 1-2.

Principe de la méthode

Une partie d’échantillon est soumise à une digestion dans un mélange d’acide oxydant de manière à convertir toutes les formes d’arsenic et de sélénium en arséniate (AsO₄)^3- et en séléniate (SeO₄)^2- respectivement. L’arséniate et le séléniate sont ensuite réduits à l’aide de borohydrure de sodium en séléniure d’arsane et d’hydrogène qu’on analyse ensuite par spectrophotométrie d’absorption atomique sans flamme.  

Préparation de l’échantillon 

1. Sécher l’échantillon à l’air, le désagréger et le passer à travers un tamis de 2,0 mm.
2. Broyer une partie aliquote de l’échantillon ci-dessus jusqu’à ce que tout l’échantillon passe à travers un tamis de 0,355 mm.
3. Soumettre une partie de l’échantillon (< 0,355 mm) à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide sulfurique/acide perchlorique (6:3:1) à 200 °C pendant 16 heures.

Emploi des instruments

Spectrophotométrie d’absorption atomique sans flamme, système hydrure (HYD-FAAS).

Peuvent être utilisées avec des modificateurs de matrice appropriés : la spectroscopie de masse avec plasma couplé par induction (ICP/MS) et la spectrophotométrie d’absorption atomique avec four graphite.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

* Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (NIST 2709, sol San Joaquin, par exemple).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3245

4.2.11 Bore – Extraction à l’eau chaude

Matrice

Sol

Analyse

Le Règlement peut exiger une analyse des sols avant des épandages de matières riches en bore, cette décision étant prise au cas par cas.

Principe de la méthode

L’extraction est réalisée par la mise en contact d’une partie correspondant à 25 g d’un échantillon préalablement asséché et broyé (< 2 mm) avec une solution faible de chlorure de calcium, puis l’analyse est faite par spectrométrie.

Préparation de l’échantillon

1. Sécher l’échantillon à l’air, le désagréger et le passer à travers un tamis de 2,0 mm.
2. Combiner une partie correspondant à 25 g de l’échantillon séché à l’air avec 50 mL d’une solution de CaCl₂ 0,01 M. Faire bouillir 5 minutes, puis refroidir et filtrer.

Emploi des instruments

ICP (AAS ou DCP peuvent être utilisés)

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

Les données sur le biais et la précision sont actuellement à l’étude.

Méthode de référence

DSL/MEO – E3073

Remarque

Cette méthode peut identifier des sites contaminés mais n’est pas suffisamment sensible pour identifier des sites éventuellement carencés aux fins des cultures agricoles.

4.3 Analyse des matières épandues sur des biens-fonds

4.3.1 Ion hydrogène (pH)

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds (matières de source non agricole)

Analyse

Aucune matière de source non agricole ayant un pH inférieur à 6,0 ou un pH supérieur à 8,5 ne doit être épandue sur des cultures pendant leur croissance.

Principe de la méthode 

Le pH est déterminé à l’aide d’un pH-mètre à électrode de verre ordinaire.

Préparation de l’échantillon

Solide

Préparer une boue aqueuse avec 1 g d’échantillon pour 9 mL d’eau. Mélanger ou agiter pendant une vingtaine de minutes, laisser la suspension se déposer, puis déterminer le pH de la fraction liquide.

Liquide/Boue liquide

Décanter, filtrer ou centrifuger une partie d’échantillon, puis déterminer le pH de la fraction liquide.

Emploi des instruments

Une électrode de pH et un pH-mètre à compensation de température à 25 °C. Biais et reproductibilité à 0,2 unité de pH près, moyennant une plage de 0 à 14. Compensation de température.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Trois vérifications à l’aide de solutions tampon, échantillons répétés et vérification interne de la matrice.

Critères de performance de la méthode

Biais : ± 0,2 unité de pH

Précision : ± 0,2 unité de pH

Méthode de référence

DSL/MEO – E3137 (solide)

DSL/MEO – E3218 (liquide/boue liquide)

Remarques

1. Conservation des échantillons : Conserver les échantillons au réfrigérateur (4-10 °C).
2. Durée maximale de conservation des échantillons : 14 jours.

4.3.2 Matières sèches totales/Matières solides totales

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds

Analyse

Une détermination précise de la teneur en matières sèches des matières épandues sur des biens-fonds est nécessaire pour calculer les taux d’épandage des matières à l’état humide.

Principe de la méthode

Une partie d’échantillon est pesée dans l’état où il est reçu, puis cette partie est mise à sécher pendant 16 heures à 105 °C ± 5 °C, refroidie et pesée à nouveau. Le pourcentage de matières sèches totales est déterminé.

Préparation de l’échantillon

Désagréger l’échantillon et le passer à travers un tamis de 2,0 mm. Prélever des sous-échantillons (10-25 g) de ce mélange et les sécher au four à 105 °C ± 5 °C pendant 16 heures jusqu’à l’obtention d’un poids constant. Refroidir l’échantillon et le peser à nouveau pour déterminer la teneur en matières sèches totales en pourcentage du poids de l’échantillon frais.

Emploi des instruments

Balance précise à ± 0,01 g près.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

Biais : 100 ± 10 %

Précision : ± 10 %

Méthode de référence

DSL/MEO – 3139

4.3.2.1 Recherche de particules de matière trop grosses pour traverser un tamis dont les ouvertures mesurent au plus 2,5 cm² - et- Teneur en verre, métal (objets), plastique ou autres corps étrangers

Matrice

Matières destinées à la digestion anaérobie ne provenant pas d’une exploitation agricole, produits de digestion anaérobie de source agricole, ou matières de source non agricole (MSNA).

Analyses

1. Recherche de particules de matière trop grosses pour traverser un tamis dont les ouvertures mesurent au plus 2,5 cm² (tamis de 16 mm)
2. Détermination de la teneur en verre, métal (objets), plastique ou autres corps étrangers, en pourcentage du poids sec

Principe de la méthode

Analyse 1 : L’échantillon, tel que reçu, doit être tamisé pour trouver toutes les particules de matière trop grosses pour traverser un tamis dont les ouvertures mesurent au plus 2,5 cm² (tamis de 16 mm).

Analyse 2 : Le pourcentage de verre, d’objets métalliques, de plastique et d’autres corps étrangers doit être déterminé en poids sec total des objets retenus par un tamis de 2,8 mm et par tout tamis plus gros utilisé antérieurement pour tamiser l’échantillon. Tout verre, objet de métal, plastique ou corps étranger retenu par les tamis doit être lavé et séché au four (à 80 ± 2 °C jusqu’à masse constante) et son poids sec doit être consigné (matières solides totales). Les corps étrangers n’incluent pas les matières naturelles (ex. sols, matières ligneuses, pierres, os, écales, semences, noyaux, peaux et coquilles).

Pour les deux analyses, il faut un échantillon d’au moins 2 l pour les matières de type bouillie et d’au moins 500 mL pour autres matières.

Préparation de l’échantillon

Si nécessaire, on peut désagréger délicatement l’échantillon avant de le tamiser, de façon que la taille du verre, des objets métalliques, du plastique, des autres corps étrangers et des matières naturelles ne soit pas réduite.

Analyse 1 : Les échantillons ne doivent pas être séchés avant d’être passés dans le tamis obligatoire de 16 mm.

Analyse 2 : Les échantillons peuvent être séchés au four, si nécessaire, avant d’être passés dans les tamis désirés, y compris le tamis obligatoire de 2,8 mm. On peut utiliser le tamisage humide ou le tamisage à sec.

Des sous-échantillons des matières d’origine doivent être pesés et séchés à 105 °C, jusqu’à masse constante, afin de permettre la consignation de la concentration en matières solides totales en fonction du poids sec.

Présentation des résultats

Analyse 1 : Toute particule de matière (naturelle ou artificielle) trop grosse pour traverser un tamis dont les ouvertures mesurent au plus 2,5 cm² doit être consignée sous la forme d’un dénombrement par échantillon.

Analyse 2 : La teneur totale en verre, objets métalliques, plastique et autres corps étrangers retenus par le tamis de 2,8 mm et tout autre tamis plus gros doit être consignée sous cette forme :

• masse sèche (g) de corps étrangers/masse (g) de matières solides totales ou pourcentage de masse sèche (g) de corps étrangers/masse (g) de matières solides totales

Le plastique retenu par le tamis de 2,8 mm et tout autre tamis plus gros doit être consigné sous cette forme :

• masse sèche (g) de plastique/masse (g) de matières solides totales ou pourcentage de masse sèche (g) de plastique/masse (g) de matières solides totales

Emploi des instruments

Balance précise à ± 0,01 g

Tamis obligatoires : 2,8 mm (n^o 7) et 16 mm (5/8 po) standard

Four capable d’atteindre les températures de séchage

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Norme interne, vérification de l’étalonnage, échantillons répétés, protocoles AQ/CQ, normes d’accréditation.

Critères de performance de la méthode

La précision et le biais de la méthode d’analyse n’ont pas été déterminés; ils devront être définis par chaque laboratoire conformément aux protocoles AQ/CQ et aux normes d’accréditation.

Méthodes de référence

Le présent aperçu est basé sur les pratiques générales de l’industrie décrites dans les méthodes standard qui figurent ci-dessous. Ces méthodes de référence générales ne peuvent être employées que si elles sont modifiées pour répondre aux exigences spécifiques décrites ci-dessus, conformément à la réglementation.

• CAN/BNQ 0413-210/2016 Amendements organiques — Composts — Détermination de la teneur en corps étrangers — Méthode granulométrique. En anglais et en français.
• TMECC 03.06-A. Glass shards, metal fragments and hard plastics – Wet sieving technique.
• BNQ 0413-500 [Amendements organiques – Digestats issus de la biométhanisation] publication prévue en 2021.

4.3.3 Matières organiques totales (solides volatils)

Matrice

Matières solides ou liquides épandues sur des biens-fonds

Analyse

Principe de la méthode

Une partie d’un échantillon broyé est mise à sécher pendant 16 heures à 105 °C ± 5 °C, puis mise dans un four à moufle à 475 °C ± 25 °C pendant 4 heures. On détermine ensuite la perte de poids et le pourcentage de cendres.

Préparation de l’échantillon

1. Désagréger l’échantillon et le passer à travers un tamis de 2,0 mm. Prélever et broyer un sous-échantillon et le passer à travers un tamis de 0,355 mm.
2. Chauffer le sous-échantillon dans un four à moufle à 475 °C ± 25 °C pendant 4 heures.
3. Déterminer la perte de poids et le pourcentage de cendres.

Emploi des instruments

Four à moufle

Balance précise à ± 0,01 g près

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

Biais : 100 ± 10 %

Précision : ± 10 %

Méthode de référence

DSL/MEO – 3139

4.3.4 Azote Kjeldahl total

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds 

Analyse

Le dosage de l’azote Kjeldahl total dans les matières épandues sur des biens-fonds vise à fournir une base de calcul de la fraction d’azote organique contenue dans la matière (azote total diminué de l’azote ammoniacal).

Remarque : La détermination de l’azote Kjeldahl total ne comprend pas les paramètres d’azote oxydé NO₂ et NO₃.

Principe de la méthode

L’ammonification (transformation en azote ammoniacal) de l’azote aminé contenu dans les matières organiques se fait par digestion en présence d’un acide puissant, de sel et d’un catalyseur. L’azote ammoniacal, qui comprend l’ammoniac dissous et les ions ammonium contenus dans l’échantillon avant la digestion, est dosé par colorimétrie, au moyen d’une électrode sensible à l’ammoniac ou par titrage.

Préparation de l’échantillon

Soumettre les échantillons à un test au fur et à mesure de leur réception. Déterminer séparément la teneur en matières sèches des matières. Mélanger l’échantillon avec du H₂SO₄, du K₂SO₄ et du sulfate de cuivre (catalyseur), et chauffer le mélange à 400 °C de manière à convertir l’azote lié à la matière organique en NH₄.

Remarque : On peut remplacer le sulfate de cuivre par du phénate/hypochlorite de sodium.

Emploi des instruments

Auto-analyseur, colorimètre

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 10 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

AOAC 978.02

DSL/MEO – E3116

Remarques

1. Conservation des échantillons : Conserver les échantillons au réfrigérateur (4-10 °C). Pour un entreposage prolongé des échantillons (plus de 10 jours), les congeler.
2. La méthode ne tient pas entièrement compte des formes oxydées de l’azote, comme les nitrates, les nitrites ou l’azote, dans les composés de l’anneau hétérocyclique. Le dosage de l’azote par combustion (méthode Dumas) peut donner de meilleurs résultats si les matières renferment de fortes concentrations de ces formes d’azote.

4.3.5 Azote ammoniacal (ammoniac dissous et ions ammonium)

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds

Analyse

Le dosage de l’azote ammoniacal (azote sous forme à la fois d’ammoniac dissous et d’ions ammonium) dans les matières épandues sur des biens-fonds vise à fournir une estimation de l’azote biodisponible de même qu’une base de calcul de la fraction d’azote organique dans la matière (azote total soustrait de l’azote ammoniacal).

Principe de la méthode

L’azote ammoniacal est extrait de l’échantillon à l’aide d’une solution de KCl, puis la teneur en ions ammonium de l’extrait est déterminée par colorimétrie, à l’aide d’une réaction de Berthelot modifiée.

Préparation de l’échantillon

Soumettre les échantillons à un test au fur et à mesure de leur réception. Déterminer séparément la teneur en matières sèches des matières. Mélanger l’échantillon avec une solution de KCl 2 M, agiter, puis centrifuger ou filtrer.

Emploi des instruments

Auto-analyseur, colorimètre

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 10 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

US-EPA 352.2

Remarques

Il est également possible d’utiliser une électrode sensible à l’ammoniac, ce qui réduit l’interférence provoquée par la décoloration de l’extrait.

4.3.6 Azote des nitrates et azote des nitrites

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds

Analyse

Le dosage de l’azote des nitrates et de l’azote des nitrites permet de connaître la teneur en azote immédiatement assimilable par les végétaux. Certaines matières de source non agricole peuvent renfermer des quantités significatives d’azote des nitrates et d’azote des nitrites.

Principe de la méthode

On analyse les échantillons en utilisant une méthode colorimétrique automatique qui donne lieu à une conversion des nitrates en nitrites, puis on analyse la concentration des nitrites dans l’échantillon.

Les nitrates sont réduits en nitrites par chauffage d’une partie aliquote d’un échantillon avec de l’hydrazine dans un milieu alcalin; cette réaction est catalysée par l’ajout d’ions cupriques. Par la suite, un colorant azoïque est formé dans le milieu acide par diazotation de la sulfanilamide avec les nitrites et la mise en présence du produit avec le N-(naphtyl-1)-éthylènediamine dihydrochlorure. Le pouvoir absorbant du colorant azoïque rouge clair est mesuré à 520 nm. La concentration d’azote des nitrates et d’azote des nitrites est déterminée par comparaison avec des séries d’étalons mélangés traités de la même façon.

Préparation de l’échantillon

Liquide/Boue liquide

Un surnageant de l’échantillon déposé est utilisé pour cette analyse. Si les échantillons sont congelés, les dégeler à la température de la pièce avant l’analyse. Filtrer les échantillons très turbides afin d’éviter l’encrassage des raccords de l’analyseur. Centrifuger les échantillons de boues d’épuration avant l’analyse.

Solide

En cours d’élaboration.

Emploi des instruments

Colorimètre

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

Biais : 100 ± 10 % 

Précision : 10 %

Méthode de référence

DSL/MEO – E3366

Remarques

1. Conserver les échantillons au réfrigérateur (4-10 °C).
2. Durée maximale de conservation : 7 jours.

4.3.7 Azote organique

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds

Analyse

Le dosage de la fraction d’azote organique contenu dans la matière se fait en retranchant la concentration d’azote ammoniacal de la concentration d’azote total dans l’échantillon.

Principe de la méthode

La concentration d’azote ammoniacal (azote sous forme à la fois d’ammoniac dissous et d’ions ammonium), déterminée à partir d’un extrait de l’échantillon dans la solution de KCl, est retranchée de la concentration d’azote Kjeldahl total dans l’échantillon. La différence représente l’azote organique.

Préparation de l’échantillon  

Réaliser l’extraction suivant les consignes fournies pour l’azote ammoniacal et l’azote total.

Emploi des instruments

Suivre les consignes fournies pour l’azote ammoniacal et l’azote total.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Suivre les consignes fournies pour l’azote ammoniacal et l’azote total.

Critères de performance de la méthode

Suivre les consignes fournies pour l’azote ammoniacal et l’azote total.

Référence de la méthode

Sans objet.

Remarques

Si le dosage de l’azote total se fait par combustion (méthode Dumas) plutôt que par digestion humide, il faut aussi doser l’azote des nitrates et retrancher ensuite les teneurs en azote des nitrates et en azote ammoniacal de la concentration d’azote total pour déterminer la concentration d’azote organique.

4.3.8 Métaux – Cd, Cr, Co, Cu, Pb, Mo, Ni, and Zn

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds (matières de source non agricole)

Analyse

Cette analyse est exigée conformément au Règlement.

Principe de la méthode

On réalise l’extraction en mettant en contact une partie d’échantillon avec une solution d’acide mixte puissante et chauffée, puis on complète avec de l’eau désionisée pure et on fait l’analyse au spectromètre.

Préparation de l’échantillon

Solide (c.-à-d. matières sèches biologiques égouttées, gâteau de boue – Méthode E3071)

Soumettre une partie de l’échantillon préalablement séché à l’air, broyé et tamisé à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide chlorhydrique (1:3) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Liquide/boue liquide (c.-à-d. matières sèches biologiques liquides ayant une teneur en matières sèches probable de 1 à 10 % – Méthode E3071)

Peser une partie aliquote d’un échantillon homogène. Soumettre à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide chlorhydrique (1:3) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser. Déclarer les résultats en poids à sec.

Liquide clair (c.-à-d. liquide surnageant renfermant moins de 1 % de matières sèches – Méthode E3094)

Soumettre à la digestion une partie aliquote d’un échantillon avec un mélange concentré acide nitrique/acide chlorhydrique (1:3) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Emploi des instruments

Peuvent être utilisés avec des modificateurs de matrice appropriés : ICP/AES, DCP, ICP/MS, spectrophotométrie d’absorption atomique de flamme et spectrophotométrie d’absorption atomique avec four graphite.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

* Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (WWS-26 d’Environmental Resource Associate ou échantillon de contrôle de la qualité de EPA, boue municipale digérée [SPL n^o 2900], par exemple).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3071 dans le cas des liquides/boues liquides et des solides; DSL/MEO – 3094 dans le cas des liquides clairs.

Remarques

1. Conservation des échantillons :

Échantillons de liquides clairs : Conserver avec de l’acide nitrique à un pH inférieur à 2.

Échantillons de solides, de boues liquides ou de liquides :

Conserver au réfrigérateur (4-10 °C).

2. Durée maximale de conservation des échantillons : 60 jours.

4.3.9 Mercure

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds (matières de source non agricole)

Analyse

Cette analyse est exigée uniquement pour les matières de source non agricole.

Principe de la méthode

Le mercure contenu dans l’échantillon est converti en une forme inorganique par un processus de digestion acide. Le mercure inorganique contenu dans la solution aqueuse est ensuite réduit à l’aide de chlorure stanneux, puis analysé par spectrophotométrie d’absorption atomique à vapeur froide.

Préparation de l’échantillon

Solide (c.-à-d. boue déshydratée, gâteau de boue – Méthode E3058)

Soumettre une partie d’échantillon préalablement séché à l’air, broyé et tamisé à une digestion avec Aqua Regia 50 % v/v (acide chlorhydrique/acide nitrique – v/v 3 :1) en présence de permanganate de potassium en chauffant le tout à 90-110 °C pendant 1 heure 15 minutes. Traiter le permanganate excédentaire au sulfate d’hydroxylamine. Réduire le mercure inorganique à l’aide de chlorure stanneux avant l’analyse. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser. Déclarer les résultats en poids à sec.

Liquide/boue liquide (c.-à-d. boue liquide ayant une teneur en matières sèches probable de 1 à 10 % – Méthode E3058)

Soumettre une partie aliquote pesée d’un échantillon homogénéisé (bien mélangé) à une digestion avec Aqua Regia 50 % v/v (acide chlorhydrique/acide nitrique – v/v 3 :1) en présence de permanganate de potassium en chauffant le tout à 90-110 °C pendant 1 heure 15 minutes. Traiter le permanganate excédentaire au sulfate d’hydroxylamine. Réduire le mercure inorganique à l’aide de chlorure stanneux avant l’analyse. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser. Déclarer les résultats en poids à sec.

Liquide clair (c.-à-d. liquide surnageant renfermant moins de 1 % de matières sèches – Méthode E3060)

Soumettre à la digestion une partie aliquote d’un échantillon homogénéisé (bien mélangé) avec un mélange concentré acide sulfurique/acide nitrique (1,2 :0,5) en présence de persulfate de potassium et de bichromate de potassium pendant 2 heures à 87 °C ± 3 °C. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Emploi des instruments

Spectrophotométrie d’absorption atomique sans flamme à vapeur froide (CV-FAAS).

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (MRC 145R [boue d’épuration d’origine mixte] ou BE - 1 [boue d’épuration], par exemple).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3060 (liquide clair), DSL/MEO – E3058 (boue liquide et solide).

Remarques

Conservation des échantillons :

1. Échantillon de liquide clair : Conserver un échantillon de 250 mL avec 0,5-1,0 mL d’acide nitrique concentré et 5-10 gouttes d’une solution de bichromate de potassium 5 %. Ce mode de conservation devrait abaisser le pH sous les 2,0 et devrait donner à l’échantillon une coloration jaune permanente.

Échantillons de boue liquide ou de solide : Conserver les échantillons au réfrigérateur (4-10 °C).

2. Durée maximale de conservation des échantillons : 15 jours.

4.3.10 Arsenic et sélénium

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds (matières de source non agricole)

Analyse

Cette analyse est exigée uniquement pour les matières de source non agricole.

Principe de la méthode

Une partie d’un échantillon est soumise à une digestion dans un mélange d’acide oxydant de manière à convertir toutes les formes d’arsenic et de sélénium en arséniate (AsO₄)^3- et en séléniate (SeO₄)^2- respectivement. L’arséniate et le séléniate sont ensuite réduits à l’aide de borohydrure de sodium en séléniure d’arsane et d’hydrogène qu’on analyse ensuite par spectrophotométrie d’absorption atomique sans flamme.

Préparation de l’échantillon

Solide (c.-à-d. boue déshydratée, gâteau de boue – Méthode E3091)

Soumettre une partie d’un échantillon préalablement séché à l’air, broyé et tamisé à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide sulfurique (3:1) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Liquide/boue liquide (c.-à-d. boue liquide ayant une teneur en matières sèches probable de 1 à 10 % – Méthode E3091)

Soumettre une partie aliquote pesée de l’échantillon à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide sulfurique (3:1) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser. Déclarer les résultats en poids à sec.

Liquide clair (c.-à-d. liquide surnageant renfermant moins de 1 % de matières sèches – Méthode E3302)

Soumettre à la digestion une partie aliquote du liquide avec un mélange acide nitrique/acide sulfurique (3:1) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Emploi des instruments

Spectrophotométrie d’absorption atomique sans flamme, système hydrure (HYD-FAAS).

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

* Le biais est fondé sur le matériau de référence certifié (MRC 145R [boue d’épuration d’origine mixte] ou BE - 1 [boue d’épuration], par exemple).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3302 (liquide clair), DSL/MEO – E3091 (liquide, boue liquide et solide)

Remarques

1. Conservation des échantillons :

Échantillons de liquide clair : Conserver avec de l’acide nitrique.

Échantillons de liquide, de boue liquide ou de solide : Conserver les échantillons au réfrigérateur (4-10 °C).

2. Durée maximale de conservation des échantillons : 30 jours.

4.3.11 Phosphore, potassium, sodium et bore totaux

Matrice

Matières épandues sur des biens-fonds

Analyse

Le dosage du phosphore total et du potassium total dans les matières épandues sur des biens-fonds vise à évaluer la quantité d’éléments nutritifs biodisponibles épandus sur des biens-fonds. Il peut arriver que les concentrations de sodium et de bore soient exigées pour les matières épandues sur des biens-fonds qui sont soupçonnées de renfermer de fortes concentrations de ces éléments, cette décision étant prise au cas par cas.

Principe de la méthode

On réalise l’extraction en mettant en contact une partie d’échantillon avec une solution d’acide mixte puissante et chauffée, puis on complète avec de l’eau désionisée pure et on fait l’analyse au spectromètre.

Préparation de l’échantillon

Solide

Soumettre une partie d’un échantillon préalablement séché et homogénéisé à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide chlorhydrique (1:3) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Liquide/boue liquide

Peser une partie aliquote d’un échantillon homogénéisé (bien mélangé), puis soumettre cette partie d’échantillon à une digestion avec un mélange concentré acide nitrique/acide chlorhydrique (1:3) en chauffant le tout à 50 °C pendant 1 heure, puis à 95 °C pendant 3 autres heures. Compléter avec de l’eau désionisée pure, décanter ou filtrer, puis analyser.

Emploi des instruments

ICP/AES

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Blanc de la méthode, témoin interne apparié à la matrice ou MRC, vérification de l’étalonnage et échantillons répétés.

Critères de performance de la méthode

La précision interlaboratoires et intralaboratoire doit se situer à moins de ± 10 % de la moyenne des échantillons provenant de l’ensemble des laboratoires accrédités.

Méthode de référence

En cours d’élaboration.

4.3.12 E. coli

Matrice

Matières sèches biologiques provenant d’égouts et autres matières de source non agricole (MSNA)

Analyse

L’échantillonnage et l’analyse des matières sèches biologiques provenant d’égouts municipaux et de toute autre matière, sauf les boues non traitées, qui renferment des matières de vidange, sont exigés pour doser les concentrations d’E. coli avant l’épandage sur des biens-fonds.

Principe de la méthode

Un volume d’eau de dilution tampon est ajouté à une quantité pesée de matières sèches biologiques et traité au Stomacher^MD ou à l’aide d’un produit équivalent. Des dilutions en séries sont ensuite préparées à l’aide du surnageant. Les dilutions en séries font ensuite l’objet d’une numération sur plaques sur une gélose avec BCIG (méthode mFC) (ou une autre gélose sélective), puis sont incubées pendant la période de temps requise à la température requise. On peut aussi utiliser une méthode équivalente d’estimation statistique du nombre le plus probable (NPP) pour quantifier les organismes cultivables.

Préparation de l’échantillon

Ajouter une quantité d’eau de dilution tampon à un poids connu de matières sèches biologiques. Traiter au Stomacher^MD ou avec une technologie équivalente pendant 2 minutes. Décanter le liquide surnageant.

Manutention et entreposage des échantillons

1. Les échantillons doivent être entreposés dans des flacons stériles d’une capacité maximale de 500 mL contenant environ 200 mL d’échantillon pour permettre leur refroidissement rapide.
2. Les échantillons doivent être envoyés par service de messagerie de nuit le jour même de leur prélèvement. Ils doivent être entreposés et envoyés avec de la glace et à une température de 4 ± 3 °C, sans congélation.
3. Le traitement des échantillons pour analyse bactériologique doit commencer dans les 30 heures qui suivent leur prélèvement.

Emploi des instruments

Techniques microbiologiques traditionnelles : gélose sélective, produits biochimiques pour tests de confirmation.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Témoins positifs et négatifs passés avec chaque jeu d’échantillons plus échantillons enrichis pour la récupération.

Critères de performance de la méthode

Le degré de précision entre deux analystes (reproductibilité) et la précision des tests par le même analyste (répétabilité) ainsi que les résultats comparatifs de plusieurs techniciens doivent avoir un niveau de confiance de 95 % (méthodes standards, 2005).

Méthode de référence

DSL/MEO – E3433

Remarques

1. Conservation des échantillons : bain de glace ou températures voisines de 0 °C.
2. L’analyse doit être faite dans les 30 heures.

4.3.13 Salmonella spp. cultivable

Matrice

Matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées, qui renferment des matières de vidange

Analyse

Pour que des MSNA soient classées dans la catégorie TP1, elles doivent être échantillonnées et analysées conformément au Règlement. Ces matières ne peuvent pas être utilisées comme des matières TP1 lorsque les densités de Salmonella viables sont de 3 ou plus – nombre le plus probable (NPP) par échantillon de 4 g (poids à sec) ou par 100 mL s’il s’agit d’un échantillon aqueux de MSNA de < 1 % de matières solides totales (en poids frais). On doit analyser des échantillons d’au moins 100 mL ou 4 g (poids à sec) pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable.

Principe de la méthode

L’échantillon doit être dilué, homogénéisé et inoculé dans un milieu de culture sélectif et tous les isolats de Salmonella spp. sont énumérés statistiquement à l’aide de la méthode du nombre le plus probable (NPP), qui comprend la réalisation du nombre requis de dilutions décimales en série de l’échantillon original, répété trois ou cinq fois pour obtenir une estimation statistique de la densité de Salmonella. Le protocole précis de la méthode doit satisfaire les critères de performance décrits ci-dessous.

Préparation de l’échantillon

Liquide

Un volume d’échantillonnage d’au moins 100 mL ou 4 g doit être utilisé avec une modification des procédures standards du NPP en augmentant le volume des échantillons ou en concentrant par la filtration ou d’autres mécanismes appropriés.

Solide

Un volume d’eau de dilution tampon est ajouté à une quantité pesée de MSNA et homogénéisé. Des sacs stériles en plastique grand volume peuvent être utilisés pour l’homogénéisation, sauf si l’échantillon renferme des débris durs qui peuvent percer le sac en plastique. La Salmonella spp. est énumérée à partir de l’échantillon à l’aide de la méthode du NPP à trois tubes avec trois répétitions réalisées avec au moins trois dilutions décimales en série. On doit analyser des échantillons d’au moins 100 mL ou 4 g pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable.

Emploi des instruments

Dispositif filtrant, incubateurs, tubes stériles, sacs en plastique stériles, scellés à grande capacité (1 L p. ex.) (sacs Stomacher^MD ou équivalents).

Manutention et entreposage des échantillons

1. Les échantillons doivent être entreposés dans des flacons stériles d’une capacité maximale de 500 mL contenant environ 200 mL d’échantillon pour permettre leur refroidissement rapide.
2. Les échantillons doivent être envoyés par service de messagerie de nuit le jour même de leur prélèvement. Ils doivent être entreposés et envoyés avec de la glace et à une température de 4 ± 3 °C, sans congélation.
3. Le traitement des échantillons pour analyse bactériologique doit commencer dans les 30 heures qui suivent leur prélèvement.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Un blanc de la méthode et un échantillon de contrôle positif enrichi pour chaque 20 échantillons, ou pour chaque semaine où des échantillons sont analysés si 20 échantillons ou moins sont analysés.

Critères de performance

On s’attend à ce que les limites de détection de la Salmonella spp. dans toutes les matrices (matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées, qui renferment des matières de vidange) soient 3 NPP de Salmonella par gramme de matières au poids à sec avec des méthodes validées (Étude sur la validation des méthodes de laboratoire pour les pathogènes dans les matières sèches biologiques et autres MSNA des usines de pâtes et papiers, univ. de Guelph, rapport final présenté au MEO le 28 février 2007).

Méthodes de référence

1. APHA 1992. Standard methods for the examination of water and wastewater. Method 9260 D. American Public Health Association.

Préparation d’échantillons pour les boues :

2. US-EPA Report No : EPA/625/R-092/013 (révisé en juillet 2003). Environmental Regulations and Technology : Control of pathogens and vector attraction in Sewage Sludge. Appendix F : Sample preparation for fecal coliform tests and Salmonella sp. analysis. Cincinnati, OH : Office of Research and Development.

4.3.14 Virus entériques cultivables totaux (un sous-ensemble des virus entériques totaux)

Matrice

Matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées et le compost de catégorie B, qui renferment des matières de vidange

Analyse

Les matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées, qui renferment des matières de vidange peuvent être testées pour déterminer s’il s’agit de pathogènes TP1. Ces matières ne peuvent pas être considérées comme des matières TP1 si la quantité de virus entériques cultivables totaux dépasse 1 unité formant plage (UFP) par 4 g (poids à sec) d’échantillon. On doit analyser des échantillons d’au moins 4 g (poids à sec) pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable. Le compost de catégorie B est considéré comme étant de qualité TP1 et des tests additionnels pour déceler des virus entériques cultivables totaux ne sont pas requis.

Principe de la méthode

Solide

Les virus entériques cultivables sont d’abord adsorbés par les solides dans des conditions de solutions spéciales (comme le pH) et concentrés par centrifugation, suivi par l’enlèvement/la désorption et les solides sont enlevés par centrifugation en changeant les conditions des solutions.

Solide et liquide

Les virus entériques cultivables dans le centrifugat après l’extraction à partir des solides ou des virus directement dans les échantillons de MSNA liquides sont concentrés par floculation organique et dosés en comptant les unités formant plage (UFP) dans les cultures de cellules rénales de grivet ou une technologie de culture de cellules équivalente. Cette procédure peut prendre environ 16 jours.

Préparation de l’échantillon

Solide

Les échantillons sont d’abord conditionnés avec de l’AlCl₃ à un pH de 3,5 (ou équivalent) pour adsorber les virus de la fraction solide puis concentrés par centrifugation. Les virus sont ensuite désorbés des solides par des moyens physicochimiques et la fraction aqueuse (qui contient les virus) est décantée par centrifugation, suivi par des filtrations sur membrane en série ou superposées jusqu’à 0,2 mm. Les virus cultivables totaux dans la fraction liquide peuvent être concentrés davantage par floculation organique et centrifugation si cela est nécessaire.

Emploi des instruments

pH-mètre, centrifuge réfrigérée, agitateur/barres d’agitation, dispositif de filtration sur membrane, cultures de cellules rénales de grivet ou technologie de culture de cellules équivalente, dispositif d’agitation de cultures de tissu et incubateurs avec des cylindres à gaz appropriés.

Entreposage et manipulation des échantillons

Les flacons d’échantillon ne devraient pas avoir une capacité de plus de 500 mL pour permettre un refroidissement rapide de l’échantillon après son prélèvement. Les échantillons devraient être transportés et entreposés à l’état de congélation (-18 °C) pendant un maximum de deux semaines avant l’analyse. Après le traitement, l’éluat du virus doit être entreposé à 4 ± 3 °C et le dosage du virus réalisé dans les 24 heures qui suivent, ou on doit congeler l’éluat à -70 °C. Une fois dégelé (rapidement à 37 °C); conserver à 4 °C pendant moins de 24 heures jusqu’à ce que le dosage du virus soit terminé.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Un blanc de la méthode et un échantillon de contrôle positif enrichi pour chaque 20 échantillons, ou pour chaque semaine où des échantillons sont analysés si 20 échantillons ou moins sont analysés. Des virus entériques sont requis pour des échantillons de contrôle positif, comme le poliovirus ou l’échovirus atténué. Au moment du dosage du virus, au moins 10 % des isolats devraient être confirmés par un second passage sur les cultures des tissus.

Critères de performance de la méthode

En cours d’élaboration. La limite de détection prévue est de 1 particule virale par échantillon de 4 g (poids à sec) selon les travaux réalisés par le US-EPA (Yanko 1987 US-EPA Report No.  EPA/600/1-87/014). Les tests de précision interlaboratoires ont donné comme résultat un écart-type total de 0,41 (valeur log10) pour toutes les boues et tous les laboratoires utilisant cette méthode.

Méthodes de référence :

1. ASTM (2004) Method D 4994-89. Standard practice for recovery of viruses from wastewater sludges. Procedure A. Dans : Annual Book of ASTM Standards- Section 11. Water and environmental technology. West Conshohocken, PA : American Soc. for Testing and Materials.

2. US-EPA Report No. EPA/625/R-092/013 (révisé en juillet 2003). Environmental Regulations and Technology : Control of pathogens and vector attraction in Sewage Sludge. Appendix H : Method for the recovery and assay of total culturble viruses from sludge. Cincinnati, OH.

Pour la procédure de floculation organique des échantillons liquides :

3. US-EPA Publication No. EPA/600/R-95/178.1996. Virus monitoring protocol for the ICR (Information Collection Requirements Rule). Dans : ICR microbial laboratory manual. Washington, DC. 

4.3.15 Œufs d’helminthes viables

Matrice

Matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées et le compost de catégorie B, qui renferment des matières de vidange

Analyse

Les matières sèches biologiques provenant d’égouts et toute autre matière, sauf les boues non traitées, qui renferment des matières de vidange, doivent être testées pour déterminer si elles font partie de la catégorie TP1. Ces matières ne peuvent pas être considérées comme des matières TP1 si la quantité d’œufs d’helminthes parasites viables dépasse 1 œuf par 4 g (poids à sec) d’échantillon. On doit analyser complètement un échantillon d’au moins 4 g pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable. Le compost de catégorie B est considéré comme étant de qualité TP1 et des tests additionnels pour déceler des œufs d’helminthes viables ne sont pas requis.

Principe de la méthode

Des œufs d’Ascaris sont retirés de la matière par lavage, mélange et filtrage, puis concentrés par décantation suivie d’une centrifugation en gradient de densité. Les fractions contenant les œufs d’helminthes sont recueillies, lavées et concentrées par centrifugation puis incubées pendant 3 à 4 semaines dans une solution de H₂SO₄ diluée (ou une solution équivalente) jusqu’à ce que des échantillons de contrôle d’œufs d’Ascaris deviennent embryonnés (stade larvaire visible). Le décompte des œufs totaux et des œufs viables est déterminé par une numération microscopique du nombre d’œufs total et du nombre d’œufs embryonnés (viables).

Préparation de l’échantillon

Les échantillons sont dilués dans des solutions tampons puis mélangés dans une solution tampon de surfactant et filtrés grossièrement. Une fois que les œufs filtrés se déposent, ils sont concentrés à l’aide d’une centrifugation en gradient de densité avec du MgSO₄ (ou l’équivalent). La fraction qui contient les œufs est de nouveau filtrée et concentrée par centrifugation. Les échantillons finaux sont incubés pendant 3 à 4 semaines à 26 °C dans une solution de H₂SO₄ diluée (ou une solution équivalente) jusqu’à ce que les œufs deviennent embryonnés.

Entreposage et manipulation des échantillons

Les flacons d’échantillon ne devraient pas avoir une capacité de plus de 500 mL pour permettre un refroidissement rapide de l’échantillon après son prélèvement. Les échantillons devraient être réfrigérés immédiatement et ils peuvent être entreposés au réfrigérateur jusqu’à un mois. Ne pas les congeler puisque cela peut influer sur leur extraction efficace en raison du changement dans la densité de flottaison.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Un blanc de la méthode et un échantillon de contrôle positif enrichi pour chaque 20 échantillons, ou pour chaque semaine où des échantillons sont analysés si 20 échantillons ou moins sont analysés.

Critères de performance de la méthode

La limite de détection prevue est de 1 œuf viable par échantillon de 4 g ou 10 g (poids à sec) selon les travaux réalisés par le US-EPA (Yanko 1987 Report No. EPA/600/1-87/014) et Gantzer et al. (2001 Wat Res 35(16) :3763), respectivement.

Méthode de référence

1. US-EPA Report No : EPA/625/R-092/013 (révisé en juillet 2003). Environmental Regulations and Technology : Control of pathogens and vector attraction in Sewage Sludge. Appendix I : Test method for detecting, enumerating and determining the viable of Ascaris ova in sludge. U.S. EPA Office of Research and Development, Cincinnati, OH. P. 166-172. 

4.3.16 Ookystes de Cryptosporidium

Matrice

Matières de source non agricole qui ne sont pas des matières sèches biologiques provenant d’égouts et qui ne renferment pas des matières de vidange, sauf le compost de catégorie B

Analyse

Les matières de source non agricole qui ne sont pas des matières sèches biologiques provenant d’égouts et qui ne renferment pas des matières de vidange doivent être testées et analysées pour déterminer s’il s’agit de pathogènes TP1. De telles matières ne peuvent pas être épandues sur des biens-fonds où des concentrations de Cryptosporidium sont décelées dans des échantillons de 4 g (poids à sec) ou de 100 mL (échantillon aqueux). On s’attend à ce que les limites de détection soient d’au moins 25 ookystes par échantillon de 4 g ou de 100 mL (Rose et al, 2004. Water Environment Research Foundation (WERF), Report No. 00-PUM-2T). On doit analyser des échantillons de MSNA liquides d’au moins 100 mL ou des échantillons de matières solides d’au moins 4 g (poids à sec) pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable.

Principe de la méthode

Les ookystes de Cryptosporidium sont concentrés à partir de l’échantillon, purifiés par séparation immunomagnétique ou une technique équivalente, et comptés par microscopie de contraste immunofluorescent ou interférentiel différentiel, par PCR quantitatif ou par une autre technique reconnue qui peut donner des résultats équivalents. La méthode choisie doit respecter les critères de performance décrits ci-dessous. Une méthode peut être choisie pour déceler en même temps le Cryptosporidium et le Giardia, en autant que tous les critères de performance sont satisfaits.

Préparation de l’échantillon

Liquide :

Un volume de liquide est concentré par centrifugation ou une autre technique appropriée.

Solide

Un volume d’eau de dilution tampon est ajouté à une quantité dosée de MSNA. Les ookystes de Cryptosporidium sont purifiés par séparation immunomagnétique ou une technique équivalente, et comptés par microscopie de contraste immunofluorescent ou interférentiel différentiel, par PCR quantitatif ou par une autre technique reconnue qui peut donner des résultats équivalents.

Emploi des instruments

centrifugeuses, appareil de séparation immunomagnétique, thermocycleur et logiciel de PCR en temps réel (quantitatif), ou microscope approprié.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Un blanc de la méthode et un échantillon de contrôle positif enrichi pour chaque 20 échantillons, ou pour chaque semaine où des échantillons sont analysés si 20 échantillons ou moins sont analysés.

Expédition et entreposage des échantillons

1. Les échantillons doivent être expédiés par service de messagerie de nuit le jour même de leur prélèvement. Ils doivent être entreposés à une température de 4 ± 3 °C sans les congeler pendant leur transport.
2. On doit commencer à traiter les échantillons dans les 48 heures qui suivent leur prélèvement.
3. Le laboratoire doit achever la purification et la détection dans la même journée pour minimiser le temps que tout organisme ciblé qui est présent dans l’échantillon passe dans l’éluat ou la matrice concentrée. La détection doit se faire dans les 72 heures qui suivent la purification.

Critères de performance de la méthode

Conformément aux méthodes 1622 et 1623 du US-EPA.

Les critères d’acceptation de la méthode sont montrés au tableau 4.3.16. Les critères de précision et de récupération initiaux et continus sont fondés sur les résultats d’échantillons enrichis. L’analyse d’au moins quatre échantillons enrichis avec 100 à 500 ookystes est nécessaire pour calculer la précision et la récupération initiales.

Le critère d’acceptation pour la récupération moyenne est de 13 à 143 %, selon l’équation suivante :

R= 100 × [(N_er – N_e) ÷ T]

Où :

R est le pourcentage de récupération

N_er est le nombre d’ookystes décelés dans l’échantillon enrichi

N_e est le nombre d’ookystes décelés dans l’échantillon non enrichi

T est la valeur réelle des ookystes enrichis

L’écart-type relatif maximal d’au moins cinq échantillons avec un taux de récupération de 24 à 100 % ne doit pas dépasser 55.

La différence relative maximale en pourcentage (DRP) (précision) est de 67. Ceci est calculé avec l’équation suivante :

DRP = 100 × [(N_ME – N_DME) ÷ X_moyen]

Où :

DRP est la différence relative en pourcentage

N_ME est le nombre d’ookystes décelés dans la matrice enrichie

N_DME est le nombre d’ookystes décelés dans le duplicata de la matrice enrichie

X_moyen est le nombre moyen d’ookystes décelés dans la matrice enrichie et son duplicata

Tableau 4.3.16. Critères d’acceptation du contrôle de la qualité pour le Cryptosporidium (US-EPA, 2001)

Le critère d’acceptation pour la récupération moyenne de ME/DME sert de critère d’acceptation pour la récupération de la ME lors de l’utilisation routinière de la méthode.

Certaines matrices d’échantillon peuvent empêcher les critères d’acceptation d’être satisfaits.

Méthode de référence

La méthode 1622 ou 1623 du US-EPA pour l’eau peut être modifiée pour être utilisée pour les matrices de MSNA diluées. La méthode E3491 du MOE pour les eaux usées des abattoirs peut être utilisée pour les échantillons de 100 mL ou 4 g. Dans tous les cas, les critères de performance de la méthode doivent être satisfaits pour la précision et récupération initiales.

4.3.17 Kystes de Giardia

Matrice

Matières de source non agricole qui ne sont pas des matières sèches biologiques provenant d’égouts et qui ne renferment pas des matières de vidange, sauf le compost de catégorie B

Analyse

Les matières de source non agricole qui ne sont pas des matières sèches biologiques provenant d’égouts et qui ne renferment pas des matières de vidange doivent être testées et analysées pour déterminer s’il s’agit de pathogènes TP1. De telles matières ne peuvent pas être épandues sur des biens-fonds où des concentrations de Giardia sont décelées dans des échantillons de 4 g (poids à sec) ou de 100 mL (échantillon aqueux). On s’attend à ce que les limites de détection soient d’au moins 25 kystes par échantillon de 4 g ou de 100 mL (Rose et al, 2004. Water Environment Research Foundation (WERF), Report No. 00-PUM-2T). On doit analyser des échantillons de MSNA liquides d’au moins 100 mL ou des échantillons de matières solides d’au moins 4 g (poids à sec) pour déclarer que le pathogène n’est pas détectable.

Principe de la méthode

Les kystes de Giardia sont concentrés à partir de l’échantillon, purifiés par séparation immunomagnétique ou une technique équivalente, et comptés par microscopie de contraste immunofluorescent ou interférentiel différentiel, par PCR quantitatif ou par une autre technique reconnue qui peut donner des résultats équivalents. La méthode choisie doit respecter les critères de performance décrits ci-dessous.

Préparation de l’échantillon

Liquide

Un volume de liquide est concentré par centrifugation ou une autre technique appropriée.

Solide

Un volume d’eau de dilution tampon est ajouté à une quantité dosée de MSNA. Les kystes de Giardia sont purifiés par séparation immunomagnétique ou une technique équivalente, et comptés par microscopie de contraste immunofluorescent ou interférentiel différentiel, par PCR quantitatif ou par une autre technique reconnue qui peut donner des résultats équivalents.

Emploi des instruments

Centrifugeuses, appareil de séparation immunomagnétique, thermocycleur et logiciel de PCR en temps réel (quantitatif), ou microscope approprié.

Expédition et entreposage des échantillons

1. Les échantillons doivent être expédiés par service de messagerie de nuit le jour même de leur prélèvement. Ils doivent être entreposés à une température de 4 ± 3 °C sans les congeler pendant leur transport.
2. On doit commencer à traiter les échantillons dans les 48 heures qui suivent leur prélèvement.
3. Le laboratoire doit achever la purification et la détection dans la même journée pour minimiser le temps que tout organisme ciblé qui est présent dans l’échantillon passe dans l’éluat ou la matrice concentrée. La détection doit se faire dans les 72 heures qui suivent la purification.

Échantillons de CQ du laboratoire par série d’analyses

Un blanc de la méthode et un échantillon de contrôle positif enrichi pour chaque 20 échantillons, ou pour chaque semaine où des échantillons sont analysés si 20 échantillons ou moins sont analysés.

Critères de performance de la méthode

Conformément aux méthodes 1622 et 1623 du US-EPA.

Les critères d’acceptation de la méthode sont montrés au tableau 4.3.17. Les critères de précision et de récupération initiaux et continus sont fondés sur les résultats d’échantillons enrichis. L’analyse d’au moins quatre échantillons enrichis avec 100 à 500 kystes est nécessaire pour calculer la précision et la récupération initiales.

Le critère d’acceptation pour la récupération moyenne est de 13 à 143 %, selon l’équation suivante :

R= 100 × [(N_er – N_e) ÷ T]

Où :

R est le pourcentage de récupération

N_er est le nombre de kystes décelés dans l’échantillon enrichi

N_e est le nombre de kystes décelés dans l’échantillon non enrichi

T est la valeur réelle des kystes enrichis

L’écart-type relatif maximal d’au moins cinq échantillons avec un taux de récupération de 24 à 100 % ne doit pas dépasser 55.

La différence relative maximale en pourcentage (DRP) (précision) est de 67. Ceci est calculé avec l’équation suivante :

DRP = 100 × [(N_ME – N_DME) ÷ X_moyen]

Où :

DRP est la différence relative en pourcentage

N_ME est le nombre de kystes décelés dans la matrice enrichie

N_DME est le nombre de kystes décelés dans le duplicata de la matrice enrichie

X_moyen est le nombre moyen de kystes décelés dans la matrice enrichie et son duplicata

Tableau 4.3.17. Critères d’acceptation du contrôle de la qualité pour le Giardia (US-EPA, 2001)

Le critère d’acceptation pour la récupération moyenne de ME/DME sert de critère d’acceptation pour la récupération de la ME lors de l’utilisation routinière de la méthode.

Certaines matrices d’échantillon peuvent empêcher les critères d’acceptation d’être satisfaits.

Méthode de référence

La méthode 1622 ou 1623 du US-EPA pour l’eau peut être modifiée pour être utilisée pour les matrices de MSNA diluées. La méthode E3491 du MEO pour les eaux usées des abattoirs peut être utilisée pour les échantillons de 100 mL et/ou 4 g. Dans tous les cas, les critères de performance de la méthode doivent être satisfaits pour la précision et récupération initiales.